Протопласты растительных клеток

Способы выделения растительных протопластов

Протопласты растений – это ограниченные мембраной цитоплазматические образования, несущие внутриклеточные органоиды, характеризующиеся структурной целостностью и способностью осуществлять активный метаболизм и выполнять биосинтезы и трансформацию энергии. Термин был использован Д. Ханстеином в 1880 году для обозначения морфологически обособленных образований при плазмолизе. Впервые выделение растительных протопластов было осуществлено в 1892 году Дж. Клеркером.

Наиболее простыми, но длительными и трудоемкими методами получения растительных протопластов являются механические. При этом фрагмент растительной ткани вносят в 0,1 М раствор сахарозы, более концентрированный, чем вакуолярный сок, выдерживают определенное время до тех пор, пока протопласты не сожмутся и не отойдут от клеточных стенок, а затем аккуратно рассекают эпидермис, и протопласты выходят в среду. Однако при применении даже модифицированных механических методов, можно получить только ограниченное число протопластов, и, в этом случае, можно использовать только те ткани, в которых возможен экстенсивный плазмолиз (получить протопласты из меристемы или зрелой ткани очень сложно).

Принципиально отличный метод получения изолированных протопластов - энзиматический. В этом случае для удаления клеточной стенки используются ферменты. Изолирование протопластов из клеток высших растений с использованием ферментов впервые было успешно осуществлено Е.Кокингом в 1960 году. Он удачно применил ферментный препарат из культуральной жидкости гриба Myrothecium verrucaria для получения больших количеств изолированных протопластов из кончиков корней томатов.

В сравнении с механическим методом ферментативное выделение протопластов имеет определенные преимущества: 1) одновременно можно получить большое количество протопластов, 2) протопласты не подвергаются сильному осмотическому сжатию, 3) клетки более интактны и не повреждены, 4) метод сравнительно быстрый.

Для удаления клеточной стенки используются ферментные препараты трех типов - целлюлазы, гемицеллюлазы и пектиназы – чаще всего грибного или бактериального происхождения. Выбор ферментной системы производится на основании знаний об особенностях растительных тканей. В результате обработки тканей ферментными препаратами образуется смесь, содержащая протопласты, обломки разрушенных клеток и целые клетки. Чтобы отделить протопласты от примесей, суспензию фильтруют через нейлоновые фильтры, а затем подвергают центрифугированию в мягких условиях.

Источником клеток для получения протопластов помимо фрагментов растительных тканей являются также клеточные суспензии и каллусные культуры. Схема общей процедуры изоляции протопластов та же, однако в этом случае нет необходимости в стерилизации исходного материала (рисунок 7).

Выделение протопластов достаточно легко выполнимая и технически хорошо отработанная процедура, однако получить жизнеспособные протопласты непросто и также непросто их в дальнейшем культивировать. Успех процесса зависит от многих факторов – состава ферментов, их качества, рН среды, выбора осмотического раствора. Большое значение при этом имеет состояние растительного материала, а именно, его видовая, генетическая, энергетическая и физиологическая характеристики, а также применяемые методы получения и культивирования протопластов.

Для стабильного получения большого количества протопластов важны стандартные условия выращивания исходных растений или клеток, определение оптимального для выделения протопластов возраста растения или органа, температуры, освещения, питания.

Для получения протопластов из суспензионных клеточных культур наилучшей является поздняя логарифмическая фаза роста, когда клеточные стенки лучше всего поддаются ферментативному разрушению, а протопласты наиболее жизнеспособны.

 

 

Рис. 7. Схема общей процедуры получения растительных протопластов.

Культивирование растительных протопластов

Для культивирования протопластов возможно использовать метод жидких капель (Као К. и др., 1971). В этом случае суспензия протопластов в виде капель в жидкой среде помещается в пластиковые чашки Петри. Метод обеспечивает хороший газообмен через воздушную фазу и диффузию в раствор экскретируемых продуктов. Кроме того, легко можно добавлять свежий раствор в нужной концентрации. Однако при культивировании этим способом протопласты агрегируются в центре каждой капли. Накапливаясь, они образуют значительное количество фенольных или других токсических соединений, что препятствует дальнейшему успешному культивированию. Этот метод также не удобен, если требуется исследовать развитие индивидуальной колонии протопластов.

Другой широко распространенный метод – агаровая культура (Нагата T., Такебе И., 1971). В этом случае определенный объем суспензии протопластов в жидкой питательной среде наливают в пластиковые чашки Петри, добавляют равный объем той же самой среды, содержащей 1% агар-агара. Температура не должна превышать 45^оС. Чашки заклеивают парафиллюмом и культивируют при температуре около 28^оС. Протопласты фиксированы в одном положении и физически отдалены один от другого. Этот метод имеет важное преимущество: можно наблюдать для одного конкретного протопласта все этапы его развития – формирование клеточной стенки, деление клеток, рост и развитие растения. Недостаток этого метода заключается в том, что возможно некоторое повреждение протопластов при смешивании с теплым агар-агаром.

Одним из вариантов данной методики является использование "кормящих" протопластов или клеток, подвергнутых воздействию рентгеновского или гамма-излучения, (доза облучения выбирается такой, чтобы клетки утратили способность к клеточному делению, но поддерживали и стимулировали рост других клеток). Они смешиваются с жизнеспособными протопластами и платируются. Этот метод позволяет культивировать суспензию протопластов более низкой концентрации, чем та, что обычно необходима для их роста.

Сходным с этим методом является метод совместных культур. Он используется для эффективного культивирования труднокультиви-руемых протопластов. Такие протопласты культивируются совместно с протопластами, отличающимися быстрым ростом. Успех такого культивирования основан на активных веществах, которые выделяются быстро растущими видами.

Удобным вариантом метода жидких капель является культивирование в малом объеме (до 1 мкл) единичных протопластов (микроизоляция). В микрокаплях, даже если в них находится только одна клетка, соотношение объема клетки к объему питательной среды такое же, как в культуре плотностью около 1000 клеток/мл.

По питательным потребностям изолированные протопласты сходны с целыми клетками. Поэтому питательные среды подобны таковым для клеточных культур. Наиболее часто используют среды Мурасиге-Скуга, модифицированную среду Нагата-Такебе, среду В5 Гамборга-Эвелейта, и среду 8Р Као-Мичайлук, представляющую собой обогащенную витаминами, аминокислотами и сахарами среду В5 Гамборга. Все эти среды содержат минеральные вещества, являющиеся источниками макро- и микроэлементов, источники углерода, стабилизаторы осмотического давления, витамины, фитогормоны.

Поскольку центральная проблема при культивировании растительных объектов на искусственных питательных средах – создание определенной буферной емкости смеси, то обычно используют сопряженные пары солей, в которые объединяют химически и физиологически кислые и щелочные соли. К основным сопряженным парам относятся соли, содержащие азот и фосфор. Среды содержат железо в хелатной форме и сахарозу как источник углерода.

Рекомендуется добавлять в среду сахара, входящие в состав клеточной стенки, а также ксилозу, рибозу и другие. Это стимулирует образование клеточной стенки. Состав этих добавок может быть очень специфичным в зависимости от видовых особенностей протопластов. Для индукции деления протопластов многих видов растений эффективно добавлять в среду ауксины – 2,4-Д, НУК, БАП, а также цитокинины – кинетин, зеатин, бензиладенин.

Температура культивирования является в значительной степени видоспецицичной и варьирует в достаточно широких пределах. При культивировании растительных протопластов температурный режим должен строго выдерживаться, т. к. обычно протопласты чувствительны даже к незначительным отклонениям от оптимальной температуры. То же касается и интенсивности освещенности. Оптимальные значения освещенности могут варьировать от абсолютной темноты до яркого света.

Существенным фактором культивирования является плотность засева протопластов. При очень низкой плотности протопласты часто не делятся, в то время как при очень высокой плотности возникают затруднения на поздних этапах культивирования из-за появления в ростовой среде токсичных продуктов обмена. Оптимальная плотность протопластов в культуре составляет 10³-10⁵ кл/мл.

Таким образом, используя разнообразные методы, учитывая характерные особенности исходного материала и соблюдая все условия, возможно успешное осуществление культивирования растительных протопластов, добиваясь в отдельных случаях получения целого растения из единичных протопластов.

Детальная разработка техники культивирования растительных клеток и получения и культивирования растительных протопластов послужила основой для создания методов биологического конструирования растений с заданными свойствами.

 

4.3. Культивирование животных клеток

Первые опыты по культуре животных тканей были проведены немецким биологом В. Ру, которому удалось в 1885 году в течение нескольких дней поддерживать развитие нервной пластинки куриного эмбриона в теплом солевом растворе. Однако лишь предложенная американским биологом Р. Гаррисоном в 1907 году воспроизводимая техника послужила основой для дальнейшего развития метода культивирования животных клеток вне организма. Культивируя в сгустках лимфы небольшие кусочки нервной трубки эмбриона лягушки, Гаррисон через несколько недель наблюдал образование нервных волокон. Французский хирург и патофизиолог А. Каррель, сумевший в течение 34 лет сохранять у штамма клеток сердца куриного эмбриона способность к активным делениям, доказал таким образом, что животные клетки могут неограниченно долго расти в культуре in vitrо.

Культивирование клеток и тканей животных к настоящему времени получило широкое распространение в различных областях исследований от клеточной и молекулярной биологии до быстро прогрессирующих прикладных областей биотехнологии. Культуру животных тканей применяют для изучения механизмов роста и дифференцировки клеток, гистогенеза, межтканевых и межклеточных взаимодействий, обмена веществ и т. п. Культуры животных клеток являются важными продуцентами многих биологически важных веществ. На них выращивают вирусы для их идентификации и получения вакцин. Клеточные культуры часто применяют при тестировании и изучении механизма действия лекарственных и косметических средств, пестицидов, консервантов и т. п. Методы культуры клеток нашли широкое применение для реконструкции различных тканей и органов. Так, культура клеток кожи используется для заместительной терапии при ожогах, культура клеток эндотелия для реконструкции стенок сосудов. Способность клеток к росту в культуре привела к развитию методов клонирования, хранения и слияния клеток, что, в свою очередь, вызвало становление новой области науки - генетики соматических клеток. Органные культуры используются при изучении закономерностей развития органов, для изучения способов сохранения жизнеспособности изолированных органов, предназначенных для трансплантации.

В настоящее время практически любые клетки человека и животных могут быть введены в культуру и, тем самым, служить средством и объектом во многих медико-биологических исследованиях.

Наиболее часто культивируются следующие элементы:

соединительной ткани – фибробласты;

скелетной – кость и хрящи,

мышечной – скелетные, сердечные и гладкие мышцы;

(кардиомиоциты)

эпителиальной – печень, легкие, кожа, мочевой пузырь, почки, молочная железа;

(эпителиоциты)

нервной – глиальные клетки и нейроны (хотя они лишены способности к пролиферации);

(нейроны)

эндокринной системы – гипофиз, надпочечники, клетки островков Лангерганса;

различные типы опухолевых клеток.

⇐ Предыдущая12345678910Следующая ⇒

Поделиться:

Воспользуйтесь поиском по сайту: